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Control de parásitos internos en bovinos y técnicas de diagnóstico

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Las pérdidas productivas por el parasitismo son considerables. Las infestaciones provocan la reducción en el consumo de alimento y una baja conversión alimenticia, elementos que limitan el aumento de peso. Además, ocasionan alteraciones en la composición de la canal y la disminución de las tasas de concepción.

Algunos de los signos clínicos que indican la presencia de parásitos internos en bovinos son: aspereza en el pelaje, edema, anemia y diarrea. Cabe destacar que no siempre se observa alguna manifestación física del problema (subclínica).

Es por ello que se sugiere realizar exámenes coprológicos o coproparasitoscópicos de forma periódica y, sobre todo, cuando existen sospechas de este padecimiento. Las pruebas de laboratorio consisten en identificar la presencia y cantidad de estructuras parasitarias en las heces.

Gracias al uso de estas herramientas es posible proporcionar un diagnóstico certero, el cual permite indicar el tratamiento específico, evitando la resistencia antiparasitaria. Aquí te explicamos cuáles son los principales organismos que afectan al ganado.

Tipos de parásitos internos en bovinos

La especie bovina se ve particularmente afectada por protozoarios y helmintos como nematodos, cestodos y trematodos. Te mostramos una lista de los más comunes:

  • Eimeria spp.
  • Paramphistomum spp.
  • Cooperia spp.
  • Ostertagia spp.
  • Haemonchus spp.
  • Oesophagostomum spp.
  • Dictyocaulus viviparus
  • Moniezia spp.

Colección de las muestras

La obtención de las heces debe efectuarse directamente del recto del animal, pero cuando esto no es posible se recomienda tomar 5 gramos o el equivalente al tamaño del pulgar de un adulto de excremento fresco del suelo, de preferencia después de observar al bovino defecar.

En el ganado se sugiere muestrear mínimo 10 animales de forma individual pero, en caso de dificultarse este procedimiento, será necesario recolectar porciones de muchas heces separadas y mezclarlas bien para encontrar etapas parásitas que son usuales en el grupo de animales.

Se coloca el estiércol en recipientes de vidrio o plástico sellados y etiquetados con la fecha, hora de recolección, especie, identificación individual, así como nombre del rancho o del propietario. Cuando la muestra no va a ser analizada de inmediato, se recomienda mantenerla en refrigeración para retardar o detener el desarrollo del parásito.

Métodos de examinación

De acuerdo al objetivo y el material utilizado, los procedimientos de laboratorio se clasifican de la siguiente forma:

  1. Macroscópico. Posibilita el reconocimiento de especies que son visibles al ojo humano, por lo general en su etapa adulta. Además, evalúa otras particularidades como consistencia, color, presencia de moco o sangre, etc.
  2. Microscópico. Ayuda a distinguir o medir de forma clara y eficiente las características morfológicas propias de cada parásito.
  3. Cualitativo. Facilita la identificación de la presencia o ausencia de endoparásitos, los cuales pueden encontrarse en etapa de huevo, ooquiste, quiste o larva.
  4. Cuantitativo. Permite calcular la cantidad de estadíos parasitarios por cada gramo de heces, lo cual se relaciona de forma directa con la intensidad de la infestación.

Dentro de estas cuatro categorías hay innumerables técnicas y aquí te contamos cómo llevar a cabo las más comunes. Recuerda que el proceso dependerá por completo del diagnóstico presuntivo que se realice después de la evaluación física del animal y su historia clínica.

Flotación

Técnica basada en la diferencia de densidades entre el parásito y los desechos fecales. Es decir, los huevos, quistes o larvas de nematodos y cestodos tienen una gravedad específica de 1.1 y 1.2 g/ml.

De manera que, cuando se colocan en líquidos con gravedades mayores flotarán hacia la superficie, mientras que las partículas grandes de heces se hunden hasta el fondo, facilitando su observación.

Las soluciones más empleadas en medicina veterinaria consisten en una saturación de azúcar (solución de Sheather), nitrato de sodio, sulfato de zinc, cloruro de sodio o sulfato de magnesio. Para realizar esta prueba los materiales y equipo necesario son los siguientes:

  • 1 vaso de precipitado.
  • 1 vial.
  • 1 cuchara o abatelenguas.
  • 1 colador, de preferencia de plástico.
  • Portaobjetos y cubreobjetos.
  • Solución saturada de flotación.
  • Muestra de 5 g de heces.
  • Microscopio compuesto.

A continuación, describimos paso a paso el procedimiento para ejecutarla:

  1. Con ayuda de la cuchara, coloca una muestra de 2 a 3 g (media cucharadita) de heces en el vaso de precipitado.
  2. Agrega 30 ml de la solución de flotación y con el abatelenguas mezcla hasta lograr una suspensión.
  3. Cuela y transfiere el contenido al vial y llénalo formando un menisco en la superficie.
  4. Pon un portaobjetos de vidrio suavemente sobre el líquido y deja que se asiente.
  5. Mantenlo en reposo y sin movimiento de 10 a 20 minutos.
  6. Retira el portaobjetos con mucho cuidado, tomándolo hacia arriba e inmediatamente sitúalo en la platina del microscopio, acomoda un portaobjetos y deja que se asiente de forma gradual para evitar burbujas.
  7. Examina el área en busca de parásitos.

Con esta técnica se pueden encontrar ooquistes, quistes, o huevos de especies como protozoarios, nematodos y cestodos, por ejemplo: Eimeria spp., Haemonchus spp., Ostertagia spp. y Moniezia spp.

Sedimentación

En este proceso también se utiliza la diferencia de peso entre las estructuras parasitarias y el líquido que, por lo general es agua, concentrando las heces y los huevos o quistes en el fondo del medio.

Se realiza para detectar especies como los trematodos, que tienen una gravedad específica demasiado alta para flotar o que la solución de flotación puede dañarlos por la alta concentración de la solución, dificultando su identificación.

El instrumental necesario es:

  • 1 vaso de precipitado de 250 ml.
  • 1 cuchara o abatelenguas.
  • 1 colador, de preferencia de plástico.
  • 2 tubos para centrífuga.
  • 2 pipetas Pasteur.
  • Portaobjetos y cubreobjetos.
  • Solución de Lugol.
  • Agua destilada tibia.
  • Muestra de 5 g de heces.
  • Microscopio compuesto.
  • Centrífuga.

Enseguida te explicamos cómo realizar esta técnica:

  1. Coloca de 2 a 5 g de estiércol apoyándote con una cuchara o abatelenguas en un vaso de precipitado.
  2. Agrega un poco de agua destilada tibia y mezcla hasta obtener una pasta homogénea, sin dejar de agitar afora a 250 ml.
  3. Cuela y deposítala en un tubo de centrífuga. Equilibra y centrifúgalo a 1500 rpm. Si no tienes el equipo, puedes dejarla en reposo de 20 a 30 min.
  4. Retira el líquido sin perturbar el contenido del fondo. Con una pipeta, transfiere una pequeña cantidad de la capa superior del sedimento a un portaobjetos.
  5. Diluye con una gota de agua si el contenido es muy espeso o coloca solución de Lugol (diluida 1:5 en agua) para distinguir quistes de protozoarios.
  6. Pon un cubreobjetos y examina en el microscopio. Repite el procedimiento con una gota de la capa inferior del sedimento.

Con esta técnica se pueden observar géneros como Paramphistomum spp.

McMaster

Permite determinar la cantidad de huevos, quistes y ooquistes de parásitos, empleando una cámara de recuento especial. Al utilizar porciones conocidas es posible contabilizar el número de estructuras parasitarias por gramo de heces.

Para ejecutarla requieres tener a la mano este material:

  • 1 vaso de precipitado de 250 ml.
  • 1 cuchara o abatelenguas.
  • 1 colador, de preferencia de plástico.
  • 3 tubos para centrífuga con tapa.
  • 2 pipetas Pasteur.
  • Portaobjetos McMaster.
  • Solución saturada de cloruro de sodio.
  • Agua destilada.
  • Muestra de 5 g de heces.
  • Microscopio compuesto.
  • Centrífuga.

Te explicamos los pasos para llevarla a cabo:

  1. Pesa 3 g de excremento y mézclalo con 42 ml de agua destilada en un tubo. Coloca la tapa y agítalo hasta tener una mezcla homogénea, también puedes usar perlas de vidrio y un homogeneizador para este paso.
  2. Filtra el contenido con ayuda del colador en un vaso de precipitado, agrega 15 ml de esta solución en el otro tubo y centrifuga a 1500 rpm durante 2 min. Si no tienes el equipo, puedes dejarla en reposo de 20 a 30 min.
  3. Decanta el líquido y agrega 15 ml de solución saturada de NaCl y homogeniza ligeramente.
  4. Coloca en ambas cámaras del portaobjetos McMaster una muestra con la pipeta Pasteur. No dejes líquido en ella ni pipetees rápidamente, ya que los huevos subirán en la solución de flotación.
  5. Observa en el microscopio y registra el número de estructuras parasitarias encontradas, diferenciando entre ooquistes, quistes y huevos. Para obtener la cantidad de cada una de ellas por gramo de heces, suma el resultado y multiplica por 100; si se examinan dos rejillas, hazlo por 50.

Parásitos internos en bovinos: tratamiento y control

Una vez que has identificado al organismo causante, define tu estrategia de intervención y selecciona el tratamiento adecuado. Lee más en: ¿Cómo iniciar un programa de desparasitación en bovinos?

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Bibliografía

Canto, Y. A., & Figueroa Castillo, J. A. (2018). Diagnóstico de Parásitos de interés en Medicina Veterinaria. Universidad Nacional Autónoma de México. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.

Hendrix, C., & Robinson, E. (2022). Diagnostic Parasitology for Veterinary Technicians, 6th Edition. Elsevier.

Mehlhorn, H. (2018). Animal Parasites. Diagnosis, Treatment, Prevention. Springer.

Michel, G., Blanco, R., Gonzales, G., Iñiguez, A. L., Santamaría, T., & Gómez, L. I. (2011). Manual de prácticas de parasitología veterinaria. Talleres de Systecopy, SA de CV, segunda edición. Universidad de Guadalajara, Jalisco, México.

Rodríguez-Vivas, R.I. (2015). Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria. AMPAVE-CONASA. México, D.F.

Taylor, M. A., Coop, R. L., & Wall, R. L. (2015). Veterinary Parasitology, 4th Edition. Wiley-Blackwell.

Verocai, G. G., Chaudhry, U. N., & Lejeune, M. (2020). Diagnostic Methods for Detecting Internal Parasites of Livestock. The Veterinary clinics of North America. Food animal practice, 36(1), 125–143.

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